HDAC1 y HDAC6 son esenciales para impulsar el crecimiento en el glioma mutante IDH1

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 12433 (2023) Citar este artículo

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Los gliomas de bajo grado y secundarios de alto grado con frecuencia contienen mutaciones en las enzimas metabólicas IDH1 o IDH2 que, según la hipótesis, impulsan la tumorigénesis al inhibir muchas de las enzimas reguladoras de la cromatina que regulan la estructura del ADN. Los inhibidores de la histona desacetilasa son agentes anticancerígenos prometedores y ya se han utilizado en ensayos clínicos. Sin embargo, falta una comprensión clara de su mecanismo o de sus objetivos genéticos. En este estudio, los autores diseccionan genéticamente cultivos de mutantes IDH1 derivados de pacientes para determinar qué enzimas HDAC impulsan el crecimiento en los gliomas mutantes IDH1. Un panel de líneas celulares de gliomasfera derivadas de pacientes (2 líneas mutantes IDH1, 3 líneas IDH1 de tipo salvaje) se sometieron a una prueba de detección de fármacos modificadores epigenéticos de diferentes clases epigenéticas. El efecto de LBH (panobinostat) sobre la expresión genética y la estructura de la cromatina se probó en líneas mutantes IDH1 derivadas de pacientes. El papel de cada una de las enzimas HDAC altamente expresadas se analizó molecularmente utilizando vectores lentivirales de eliminación de interferencia de ARN y un modelo in vitro de glioblastoma (HK252) mutante IDH1 derivado del paciente. Estos resultados se confirmaron luego en un modelo de xenotrasplante in vivo (BT-142). La mutación IDH1 conduce a una regulación negativa del gen, hipermetilación del ADN, mayor accesibilidad del ADN e hipoacetilación de H3K27 en dos modelos distintos de sobreexpresión de mutantes IDH1. La prueba de detección de fármacos identificó a los inhibidores de la histona desacetilasa (HDACi) y al panobinostat (LBH) más específicamente como los compuestos más selectivos para inhibir el crecimiento en líneas de glioma mutantes IDH1. De las once enzimas HDAC anotadas (HDAC1-11), solo seis se expresan en muestras de tejido de glioma mutante IDH1 y líneas de gliomasfera derivadas de pacientes (HDAC1-4, HDAC6 y HDAC9). Los experimentos de eliminación de lentivirus revelaron que HDAC1 y HDAC6 son los más consistentemente esenciales para el crecimiento tanto in vitro como in vivo y se dirigen a módulos genéticos muy diferentes. La eliminación de HDAC1 o HDAC6 in vivo condujo a un tumor más circunscrito y menos invasivo. La desregulación genética inducida por la mutación IDH1 está muy extendida y sólo parcialmente reversible mediante la inhibición directa de IDH1. Este estudio identifica HDAC1 y HDAC6 como enzimas importantes y dirigidas a fármacos que son necesarias para el crecimiento y la invasividad en los gliomas mutantes IDH1.

Los estudios de secuenciación de gliomas adultos de bajo grado han revelado mutaciones puntuales en los sitios activos de las enzimas metabólicas IDH1 e IDH2 que confieren una nueva función enzimática de reducción del alfa-cetoglutarato al oncometabolito 2-hidroxiglutarato (2-HG)1. Muchas enzimas reguladoras de la cromatina (por ejemplo, las ADN desmetilasas TET y las histonas desmetilasas JMJ) requieren alfa-cetoglutarato como cofactor y, en concentraciones elevadas, el 2-HG puede actuar como un inhibidor competitivo que conduce a la hipermetilación del ADN y de las histonas, con la consiguiente degradación genética generalizada. regulación2. Desde ese descubrimiento, la mayoría de las investigaciones se han centrado en el efecto de las mutaciones IDH1 e IDH2 sobre TET2 y la hipermetilación del ADN, dejando las histonas relativamente poco estudiadas3,4,5. Las mutaciones de TET2 e IDH son comunes y mutuamente excluyentes en la leucemia mielógena aguda6 (LMA) y los ratones knockout para Tet2 e IDH1 desarrollan leucemia espontáneamente7,8. Esto sugiere que en el caso de la AML, la mutación IDH1 actúa principalmente mediante la inhibición de la función TET2. Sin embargo, el mecanismo tumorigénico de las mutaciones IDH en los gliomas es menos claro. Las mutaciones de TET2 son raras en el glioma y ni los ratones knockout para Tet2 ni para IDH1 generan espontáneamente tumores cerebrales.

Los estudios de secuenciación de gliomas pontinos intrínsecos difusos (GIPD) pediátricos de bajo grado histológicamente similares han revelado una única sustitución de lisina por metionina en la subunidad de histonas H3 (H3K27M)9,10,11. En circunstancias normales, la lisina H3K27 puede acetilarse (H3K27ac) o metilarse (H3K27me3) con la consiguiente apertura o cierre del nucleosoma respectivamente11,12. Los modelos de ratón muestran que la mutación H3K27M conduce a una mayor acetilación de histonas y a una mayor expresión genética9,10. Curiosamente, estos estudios también mostraron que los niveles de acetilación de H3K27 se correlacionan con las concentraciones intracelulares de alfa-cetoglutarato, lo que lleva a la hipótesis de que las mutaciones IDH1/2, que causan el agotamiento de alfa-cetoglutarato, pueden conducir a una correspondiente desacetilación de H3K2713.

Tras el descubrimiento de la mutación IDH1, se esperaba que la inhibición de esta enzima mutante y la disminución de las concentraciones intracelulares de 2-HG pudieran revertir los cambios epigenéticos inducidos por la mutación y mejorar la supervivencia. Desde entonces, se han desarrollado varios inhibidores de IDH1/2 eficaces y altamente específicos14. Los resultados iniciales de los ensayos clínicos en AML han sido muy alentadores, ya que tanto los modelos de ratón como los ensayos clínicos muestran la reversión de los cambios epigenéticos y una mejor supervivencia15,16. Desafortunadamente, los datos sobre los gliomas han sido más variados. Un estudio inicial que utilizó un inhibidor mutante de IDH1 en un modelo de xenotrasplante encontró una mayor supervivencia y desmetilación del gen GFAP17. Sin embargo, un estudio de seguimiento no encontró cambios en el crecimiento ni en la metilación del ADN/histonas después de un período de tratamiento prolongado18. Los ensayos clínicos en glioma también han sido decepcionantes, con algunos informes de estabilidad del tumor pero ningún informe de reducción consistente del tumor19. En el caso del glioma, parece que se necesitan terapias adicionales para revertir la desregulación epigenética inducida por la enzima mutante IDH1.

La familia de las histonas desacetilasas está compuesta por once genes (HDAC 1–11) y es responsable de eliminar los grupos acetilo de los residuos de histonas, por ejemplo, H3K27. Las histonas desacetilasas (HDAC) se expresan altamente en una amplia gama de cánceres y son altamente atacables por fármacos, lo que las convierte en un tema frecuente de estudios de investigación20,21,22,23. Los primeros estudios clínicos encontraron que el uso de ácido valproico (un conocido inhibidor de HDAC y fármaco anticonvulsivo) se asociaba con una mejor supervivencia en pacientes con glioma24. Los estudios de seguimiento han sido alentadores pero contradictorios25,26,27,28,29,30. Curiosamente, tres estudios recientes encontraron que los inhibidores de HDAC pueden ser específicamente eficaces en los gliomas mutantes IDH131,32,33. Las histonas desacetilasas se expresan de forma ubicua en varios tipos de células y regulan múltiples procesos celulares. Una terapia eficaz contra el cáncer debería tener cierto grado de especificidad para frenar el crecimiento del tumor con efectos secundarios tolerables. En este estudio investigamos el efecto de la mutación IDH1 en la acetilación de H3K27 y determinamos qué genes HDAC son esenciales para el crecimiento en células de glioma mutantes IDH1 derivadas de pacientes.

Poco después del descubrimiento de la mutación IDH1 y los efectos inhibidores de 2-HG sobre las enzimas dependientes de alfa-cetoglutarato, se planteó ampliamente la hipótesis de que la mutación IDH1 conduce a la tumorigénesis a través de la desregulación de la cromatina2,34,35,36. También se pensó que la inhibición de la mutación IDH1 y el agotamiento de 2-HG podrían revertir esta desregulación. Si bien se están realizando ensayos clínicos con inhibidores mutantes de IDH, los resultados iniciales son decepcionantes19. Para abordar esta deficiencia y encontrar objetivos terapéuticos alternativos, comenzamos con un enfoque multiómico para caracterizar los múltiples efectos de la mutación IDH en la estructura de la cromatina utilizando dos modelos previamente publicados y validados de glioma IDH: (1) sobreexpresión del mutante IDH1 en E12 neuroesferas embrionarias murinas37. (2) Un modelo de glioma knock-in murino IDH1 (IDH1WT/NRAS/G12V-shp53,shATRX frente a IDH1mut-R132H, NRAS G12V-sh53, shATRX)38. Los modelos de ratón y humanos de glioma mutante IDH1 se validaron midiendo los niveles de 2-HG (Figura 1A complementaria).

Dado el papel de la mutación H3K27M en el glioma pontino intrínseco difuso13, elegimos centrarnos en el residuo de histona H3K27. De acuerdo con otros informes, la sobreexpresión de la enzima mutante IDH1 provocó una regulación negativa de los genes y una hipermetilación del ADN en ambos modelos de ratón (Fig. 1A, B). También vimos un aumento no significativo en la accesibilidad del ADN usando ATAC-seq en ambos modelos (Fig. 1C). Los efectos de la enzima mutante IDH1 sobre la metilación de H3K27 mostraron cantidades iguales de hiper e hipometilación (Fig. 1D). Con respecto a la acetilación de H3K27, la sobreexpresión de la enzima mutante IDH1 condujo a una disminución en la acetilación de histonas (Fig. 1E). Un panel de muestras resecadas quirúrgicamente (glioma IDH1 de tipo salvaje N = 4, glioma mutante IDH1 N = 4 y tejido de control/epilepsia N = 4) se analizó con ChIP-seq para detectar modificaciones de H3K27 (H3K27me3 y H3K27ac). La agrupación no supervisada de picos diferenciales reveló que los picos H3K27ac (pero no los picos H3K27me3) segregaban muestras de IDH1 de tipo salvaje y de mutantes de IDH1 en diferentes grupos; sin embargo, no vimos una tendencia hacia la hipoacetilación en las muestras de mutantes de IDH1 (Figura complementaria 1B).

La mutación IDH1 conduce a una regulación negativa de genes, metilación del ADN e hipoacetilación de histonas: se crearon tres líneas de neuroesferas murinas E12 y se infectaron con un vector de sobreexpresión mutante IDH1 (“neuroesferas E12”)37. Además, se crearon líneas celulares a partir de tumores de ratón explantados a partir de un modelo de glioma de ratón mutante IDH1 publicado previamente (“Nunez et al.38”). (A) Las líneas IDH1 de tipo salvaje y mutante IDH1 se compararon mediante análisis de secuencia de ARN que revela que las muestras mutantes de IDH1 están asociadas con una regulación negativa del gen. (B) Las líneas de neuroesferas murinas E12 de tipo salvaje IDH1 y mutante IDH1 (N = 3 líneas) se sometieron a una secuenciación reducida con bisulfito y se contó el número de islas metiladas, lo que confirma hallazgos previos de que las muestras mutantes de IDH1 están asociadas con la hipermetilación. (C) Neuroesferas E12 (N = 3) y Núñez et al. El modelo de glioma (N = 1) se sometió a un análisis ATAC-seq y reveló una tendencia no significativa para que las muestras mutantes IDH1 tuvieran más picos. (D,E) Neuroesferas E12 (N = 3) y Núñez et al. Las líneas celulares de glioma (N = 3) se sometieron a ChIP-seq con anticuerpos contra H3K27me3 (D) y H3K27ac (E), lo que revela que la mutación IDH1 está asociada con la hipoacetilación de H3K27 y una tendencia más modesta hacia la hipometilación de H3K27.

Como se vio en los resultados anteriores, la mutación IDH tiene múltiples efectos en diferentes aspectos de la estructura de la cromatina. Para determinar cuáles de estos efectos son esenciales para el crecimiento y potencialmente susceptibles de ser atacados por fármacos, llevamos a cabo un análisis de fármacos de 106 compuestos modificadores de la cromatina. Estudios anteriores indican que las líneas de esfera de glioma libre de suero endógeno son el modelo in vitro más preciso y, por lo tanto, utilizamos cinco líneas derivadas de pacientes (IDH1 mutante-25240, BT14241, IDH1 tipo salvaje-357, 385, 41240). Se calculó el área bajo la curva (AUC) para cada fármaco (Figuras complementarias 2A, B). Los fármacos se clasificaron según su selectividad por las líneas mutantes IDH1. Cuatro de los ocho compuestos principales que fueron más selectivos para los cultivos mutantes de IDH1 fueron los inhibidores de la histona desacetilasa (HDACi). Curiosamente, otro grupo verificó de forma independiente que la triptolida, el segundo compuesto más selectivo, es eficaz contra las células de glioma mutantes IDH142. En conjunto, estos resultados indican que la enzima mutante IDH1 desacetila las histonas y que las histonas desacetilasas pueden contribuir a funciones esenciales y dirigidas a fármacos en el glioma mutante IDH.

Con el descubrimiento de que los inhibidores de la histona desacetilasa pueden ser terapias prometedoras, realizamos un enfoque multiómico para determinar el efecto de los inhibidores de HDAC en la estructura de la cromatina de los gliomas mutantes IDH1. Como paso de validación inicial, confirmamos que una colección de líneas mutantes IDH1 derivadas de pacientes recapitulaban la regulación negativa del gen y la hipermetilación del ADN observadas en sus tumores originales (Fig. 2A, B). De acuerdo con otros informes publicados18, la inhibición farmacológica (c227) y la eliminación genética (shIDH1) de la proteína mutante IDH1 tuvieron poco efecto sobre la expresión génica (Fig. 2C). Por el contrario, el tratamiento con panobinostat (LBH), así como con ácido valproico (un antiepiléptico e inhibidor de HDAC bien conocido y utilizado clínicamente) mostró una regulación positiva generalizada de los genes (Fig. 2D) y específicamente mostró una regulación positiva significativa de publicaron genes metilados y regulados negativamente (por ejemplo, genes Noushmehr43) (Fig. 2E). También se observó un aumento en la accesibilidad del ADN según el análisis ATAC-seq (Fig. 2F). El análisis diferencial de los picos CUT&RUN mostró que el tratamiento con LBH condujo a una disminución del número de picos de H3K27me3 y a un aumento menor en los picos de H3K27ac. El análisis de transferencia Western mostró un aumento dependiente de la dosis en la acetilación total de H3K27, lo que indica que puede haber una acetilación adicional de los loci H3K27 existentes en lugar de la creación de nuevos loci (Figuras complementarias 1C-E). En conjunto, estos resultados implican que los inhibidores de la histona desacetilasa son más eficaces que la inhibición del mutante IDH para revertir la regulación negativa genética que acompaña al gen mutante IDH1.

Los inhibidores de HDAC conducen a una regulación genética en líneas celulares mutantes IDH1 endógenas. (A) Tres líneas IDH1 de tipo salvaje (233, 381, 285) y tres líneas IDH1 mutantes (252, 213, 322) se sometieron a una secuenciación reducida con bisulfito que muestra que, de acuerdo con los tumores originales, las gliomasferas mutantes de IDH1 están hipermetiladas. (B) Los datos de micromatrices40 publicados anteriormente de nuestra colección de líneas derivadas de pacientes mostraron que las líneas mutantes IDH1 tienen un perfil de expresión distinto de regulación negativa de genes. (C) Cinco líneas mutantes IDH1 (322, 207, 320, 213 y 252) se sometieron a eliminación lentiviral e inhibición farmacológica de la enzima mutante IDH1. Se creó un mapa de calor de genes expresados diferencialmente entre muestras de IDH1 mutante y de tipo salvaje IDH1. Mostró que ni la inhibición farmacológica ni la eliminación tuvieron ningún efecto significativo sobre la expresión genética. (D) Por el contrario, dos inhibidores de la histona desacetilasa bien conocidos (ácido valproico y panobinostat) conducen a una regulación positiva significativa de los genes a nivel mundial. (E) También se observó una regulación positiva significativa de genes en un conocido conjunto previamente publicado de genes metilados regulados negativamente (por ejemplo, genes Noushmehr). (F) De acuerdo con la regulación positiva de este gen, los datos de ATAC-seq muestran que el tratamiento con ácido valproico 1 mM aumentó las regiones abiertas de ADN en múltiples líneas celulares mutantes IDH1.

Los ensayos clínicos que investigan los efectos de los inhibidores pan-HDAC no específicos en los gliomas IDH WT se han visto limitados por la toxicidad no específica20,21,22,44. Hay once histonas desacetilasas documentadas en el genoma de los mamíferos (HDAC1-11). Al determinar cuáles de estos genes HDAC son los más críticos para el crecimiento, debería ser posible identificar inhibidores de HDAC más específicos que podrían ralentizar el crecimiento con efectos secundarios más limitados. Como paso inicial, determinamos qué genes HDAC se expresan altamente en los gliomas mutantes IDH1. Se tiñeron diez muestras de glioma (5 IDH1 de tipo salvaje y 5 IDH1 mutante) para varios genes HDAC utilizando anticuerpos validados internamente (HDAC1, HDAC2, HDAC3, HDAC4, HDAC5, HDAC6 y HDAC7) y fueron calificadas por un neuropatólogo ciego (AK). Las pruebas adicionales de varios proveedores no pudieron encontrar ninguna tinción específica con anticuerpos para HDAC8-11. Estos datos se complementaron con datos de expresión de ARN de nuestra colección de líneas de glioma derivadas de pacientes. La tinción de muestras quirúrgicas y los datos de expresión mostraron una alta expresión de HDAC1, HDAC2, HDAC3, HDAC4 y HDAC6 a nivel de ARN y proteína (Fig. 3A, B). Se obtuvieron vectores lentivirales de interferencia de horquilla corta (shRNA) contra los genes HDAC altamente expresados y se probaron en tres líneas mutantes IDH1 endógenas (211, 252 y BT-142). Las células se sembraron en placas con igual densidad, se infectaron con lentivirus y luego se contaron el día 14. La eficiencia de eliminación, así como la posibilidad de regulación cruzada de genes, se probaron con análisis de secuencia de ARN y transferencia Western (Figuras complementarias 3A-D) . Los lentivirus dirigidos contra HDAC1 y HDAC6 experimentaron la mayor disminución en el número de células (Fig. 3C). Se probaron dos construcciones independientes adicionales contra HDAC1 y HDAC6 para descartar efectos no específicos y confirmaron una disminución del crecimiento (Figura complementaria 3E).

HDAC1 y HDAC6 son esenciales para el crecimiento en un panel de líneas mutantes IDH1. (A) Un panel de 10 muestras quirúrgicas (5 IDH1 de tipo salvaje y 5 IDH1 mutante) se tiñeron con anticuerpos contra las proteínas HDAC (HDAC1-7) y un neuropatólogo ciego los calificó en una escala de 1 a 3. (B) Una colección de 58 líneas celulares derivadas de pacientes (53 IDH1 de tipo salvaje, 5 IDH1 mutante) se sometió a un análisis de expresión y se muestra la expresión relativa de cada gen HDAC. (C) Se diseñaron ventores lentivirales derribados contra los 6 genes HDAC que se expresaron en líneas celulares y tejido de glioma mutante IDH1 (HDAC1-4, HDAC6, HDAC9) y se probaron en tres líneas mutantes IDH1. El crecimiento relativo se midió el día 14.

Para analizar la contribución genética de cada gen HDAC, la línea HK252 se infectó con cada una de las eliminaciones lentivirales de HDAC (HDAC1–4, HDAC6 y HDAC9) antes de someterse al análisis de secuencia de ARN. Los datos de expresión de cada eliminación se compararon con un vector vacío. Los genes expresados diferencialmente se sometieron a un análisis de enriquecimiento de conjuntos de genes. Se representa el número de genes regulados hacia arriba y hacia abajo (Fig. 4A, Fig. Suplementaria 3F, G). A pesar del hallazgo anterior de que los inhibidores de la panhistona desacetilasa conducen a una regulación positiva generalizada de los genes (Fig. 2D), los datos de las eliminaciones individuales indican que los genes HDAC tienen funciones tanto activadoras como represivas (Fig. 4A). El análisis de enriquecimiento del conjunto de genes (GSEA) reveló un gran conjunto de módulos genéticos que estaban regulados positivamente por los genes HDAC (Fig. 4B). La mayoría de estos conjuntos de genes enriquecidos se superponían mucho e implicaban la replicación del ADN y la división cromosómica, excepto HDAC6, que implicaba conjuntos de genes relacionados con la matriz extracelular y la adhesión (Fig. 4B). Para conciliar los diferentes resultados de expresión observados en las muestras tratadas con fármacos (LBH y VPA) y con eliminación de HDAC, HK 252 se trató nuevamente con VPA 1 mM durante 5 días o LBH 15 nM durante 3 días antes de someterse a un análisis de secuencia de ARN. Los conjuntos de datos resultantes se sometieron a un análisis de PCA que muestra que las eliminaciones de HDAC y las muestras tratadas con fármacos se agruparon por separado (Fig. 4D). Utilizando métodos bioinformáticos para analizar los cambios genéticos observados después del tratamiento farmacológico, cada cambio genético significativo (cambio doble) observado después del tratamiento farmacológico se asignó a uno de los siguientes grupos: único para un gen HDAC, "no único" (es decir, común a más de un gen HDAC), o “no contabilizado” (es decir, el gen no se observó en ninguna de las eliminaciones de HDAC). Después de este análisis, se observó que la mayoría de los genes regulados negativamente observados en las muestras tratadas con el fármaco podrían explicarse por uno o varios de los genes HDAC, siendo HDAC6 el mayor contribuyente. Por el contrario, la mayoría de los genes regulados positivamente en las muestras tratadas con fármacos no pudieron explicarse con los datos de eliminación de HDAC disponibles, lo que sugiere que pueden estar involucradas interacciones más complejas (Fig. 4C).

Las enzimas HDAC regulan positivamente los módulos de genes de replicación del ADN. HDAC6 se dirige a un conjunto único de módulos genéticos. (A) Cada eliminación de HDAC se sometió a un análisis de secuencia de ARN. Se muestra el número de genes regulados hacia arriba y hacia abajo. (B) Estos genes se sometieron a un análisis de enriquecimiento del conjunto de genes (Panther). Se muestran los módulos más enriquecidos para cada eliminación. (C) Se asignó una lista de genes significativamente modificados (> 2 veces modificados) de cada uno de los conjuntos de datos de tratamiento farmacológico a uno de los siguientes subgrupos: (1) exclusivo de uno de los conjuntos de eliminación de HDAC, (2) " no único”, es decir, compartido por más de un conjunto de genes desactivadores de HDAC, o (3) “no contabilizado” si el gen no se encontró en ninguno de los conjuntos de genes desactivadores de HDAC). (D) Los conjuntos de datos de RNA-seq de cada eliminación, así como las muestras de tratamiento farmacológico (VPA 1 mM y LBH 15 nM) se sometieron a análisis PCA (HK252).

Siguiendo los datos de crecimiento in vitro, las células BT-142 se infectaron con una de tres construcciones lentivirales (vector vacío/shControl, shHDAC1, shHDAC6) antes de inyectarlas en el cuerpo estriado de ratones nulos nod-SCID-gamma (10.000 células/ratón). , N = 5 ratones por cohorte). Los ratones fueron sacrificados tras el desarrollo de síntomas neurológicos. Los ratones shHDAC1 mostraron una ventaja de supervivencia significativa sobre shControl. shHDAC6 mostró una tendencia hacia una mejor supervivencia que no alcanzó significación estadística (Fig. 5A). Curiosamente, las observaciones fenotípicas indicaron que los ratones shControl tendían a desarrollar síntomas convulsivos, mientras que shHDAC1 y shHDAC6 desarrollaron síntomas de debilidad y pérdida de peso (Fig. 5B). Después de la eutanasia, los cerebros fueron extraídos, seccionados y teñidos con hematoxilina y eosina. Luego, un neuropatólogo (MH) ciego calificó los portaobjetos y determinó que los tumores shControl eran más invasivos que los tumores shHDAC1 y shHDAC6 (Fig. 5B, C). Los hallazgos anteriores identifican a HDAC6 como un objetivo específico potencial para los gliomas mutantes IDH1. Para probar esta hipótesis, se probaron dos inhibidores de HDAC6 específicos informados (Ricolinostat 10 μM, ACY-738 10 μM) en un panel de líneas de glioma mutantes IDH1 y mostraron una alta eficacia contra estas líneas (Fig. 5D).

HDAC1 y HDAC6 impulsan la invasividad en un modelo in vivo de glioma mutante IDH1. (A) Se implantaron 10.000 células BT-142 infectadas con las siguientes construcciones lentivirales (shControl, shHDAC1 y shHDAC6) en el caudado de ratones NSG y se les permitió crecer hasta que se desarrollaron síntomas (N = 5 por cohorte). (B) Se registraron los síntomas neurológicos (por ejemplo, "pérdida de peso", "convulsiones") y, tras el desarrollo de los síntomas, se practicó la eutanasia a los ratones. Después de la eutanasia, los cerebros fueron extirpados, seccionados, teñidos con hematoxilina y eosina, y un neuropatólogo ciego los clasificó como "invasivo", "no invasivo" o "no se observa tumor". (C) Se muestran secciones representativas. (D) Dado el importante papel de HDAC6 en los gliomas mutantes IDH1, se probaron dos inhibidores de HDAC6 (Ricolinostat 10 μM, ACY-738 10 μM) en un panel de cuatro líneas de gliomas mutantes IDH1 durante 7 días para determinar el efecto sobre el número de células.

A pesar de ser solo una sustitución de un aminoácido, la mutación R132H IDH1 tiene múltiples efectos de gran alcance sobre la inmunogenicidad, el estado metabólico y epigenético de la célula. Dadas estas alteraciones del comportamiento celular, resulta tentador diseñar una terapia específica que pueda explotar estos efectos celulares. Los estudios indican que la mutación IDH1 puede ser la mutación inicial que inicia la tumorigénesis y, por tanto, reside en cada célula tumoral45. Esto la convierte en un objetivo de vacuna prometedor y, con ese fin, se están realizando ensayos clínicos de vacunas46,47. En contra de esta estrategia hay evidencia de que la mutación IDH1 y 2-HG son inmunosupresores y pueden mitigar una respuesta inmune48,49. A pesar de ser un oncogén, la enzima mutante IDH1 provoca una tensión metabólica significativa en numerosas vías celulares. Posteriormente, los estudios de sobreexpresión50 y de activación en ratones51 han descubierto que la mutación IDH1 conduce a un crecimiento más lento y a la muerte celular. Esto presenta una oportunidad para explotar estas vulnerabilidades. Seltzer et al.52 descubrieron que la enzima mutante IDH1 agota las reservas celulares de glutamato y hace que las células sean vulnerables a los inhibidores de la glutaminasa. Tateishi et al.18 encontraron que la enzima mutante IDH1 agota la célula de NAD+, haciendo que las células sean vulnerables a la inhibición de NAMPT. La eficacia de la radiación en tumores mutantes IDH1 es controvertida53 y los estudios in vitro sobre el efecto de la mutación IDH1 en las vías de reparación del ADN y la sensibilidad a la radiación han sido mixtos3,37,38,54. Si bien el mecanismo tumorigénico de la mutación IDH1 nunca se ha probado definitivamente, la hipótesis más aceptada es que la inhibición de las enzimas modificadoras de la cromatina basada en 2-HG conduce a la expresión génica patológica55,56. Si bien inicialmente había esperanzas de que la inhibición de la enzima mutante IDH1 pudiera revertir estos cambios, este estudio y otros han encontrado que los efectos sobre la expresión genética y el crecimiento son decepcionantes19. El propósito del estudio actual es encontrar compuestos adicionales que potencialmente podrían revertir algunos de los cambios epigenéticos patológicos inducidos por la mutación IDH1. Con ese fin, una prueba de detección de fármacos imparcial identificó LBH/Panobinostat, un inhibidor pan-HDAC, como el compuesto más selectivamente eficaz contra las líneas de glioma mutantes IDH1. Los experimentos de seguimiento revelaron que LBH regula positivamente muchos de los genes reprimidos y aumenta la accesibilidad a la cromatina.

El estado de metilación del ADN del promotor MGMT en gliomas fue el primer biomarcador epigenético utilizado clínicamente y, desde entonces, gran parte de la epigenética de los gliomas se ha centrado en la metilación del ADN. Sin embargo, el descubrimiento de la mutación H3K27M en gliomas pontinos intrínsecos difusos ha puesto de relieve la importancia de la modificación de histonas y el locus H3K27 específicamente en la gliomagénesis. Si bien se desconoce el mecanismo exacto de la mutación H3K27M, los modelos knock-in en ratones muestran que la mutación H3K27M está asociada con la hiperacetilación de histonas y, curiosamente, es incompatible con la mutación R132H IDH113. Chung et al. También informaron que los niveles de acetilación de H3K27 se correlacionaban con los niveles de alfa-cetoglutarato. Se sabe que la enzima mutante IDH1 agota los niveles celulares de alfa-cetoglutarato37 y, por lo tanto, se podría predecir que esto conduciría a la hipoacetilación de H3K27. En el estudio actual utilizamos dos modelos de sobreexpresión de IDH1 para determinar el efecto de la enzima mutante IDH1 sobre la cromatina. Al igual que en informes anteriores, encontramos que la mutación IDH1 se asociaba con una regulación negativa de los genes, una hipermetilación del ADN43 y una tendencia no significativa hacia una mayor accesibilidad del ADN57. De acuerdo con nuestra predicción, la mutación IDH1 se asoció con la hipoacetilación de H3K27. Contrariamente a las predicciones de otros estudios de sobreexpresión in vitro, no observamos un aumento de la hipermetilación de H3K27 (Fig. 1D). Hay varias explicaciones para esto. Una explicación es que estudios anteriores utilizaron transferencias Western que miden la cantidad total de moléculas H3K27me3, mientras que en este estudio utilizamos ChIP-seq que mide la cantidad de loci H3K27me3. Podría ser que la mutación IDH1 conduzca a una mayor deposición de H3K27me3 sin dar lugar a ningún loci metilado adicional. Se observó un fenómeno similar en DIPG donde la mutación H3K27M condujo a una hiperacetilación de histonas pero no a nuevos sitios potenciadores 11.

En general, este estudio encuentra que la magnitud de los efectos sobre la modificación de H3K27 es notablemente menor que los efectos sobre la metilación del ADN. Sin embargo, la magnitud relativa del efecto puede ocultar su importancia biológica. Se cree que los cambios de metilación del ADN son lentos y requieren múltiples divisiones celulares34. Los estudios han investigado la posibilidad de restaurar el estado de metilación de los gliomas IDH1 mediante la inhibición de la familia DNMT de ADN metilasas con decitabina58. Si bien finalmente es eficaz, la terapia es lenta y presenta una toxicidad no específica fuera del objetivo. Por el contrario, centrarse en la arquitectura de las histonas tiene el potencial de producir una eficacia más rápida con menos toxicidad. De acuerdo con esta idea, el análisis de subgrupos del ensayo Stupp59 encontró que el uso de ácido valproico (un conocido inhibidor de HDAC) se asoció con una mejor supervivencia24. Los estudios de seguimiento que investigan los beneficios del ácido valproico en la supervivencia en el glioma han sido mixtos, pero en general alentadores25,26,27,28,29,30. Cabe señalar que estos estudios utilizaron poblaciones mixtas de gliomas IDH1 de tipo salvaje y mutantes de IDH1, siendo probablemente la mayoría el IDH1 de tipo salvaje. Recientemente, tres estudios han confirmado nuestros hallazgos de que los inhibidores de HDAC tienen eficacia específica contra los gliomas mutantes IDH131,32,33, lo que proporciona una justificación para un estudio clínico de seguimiento restringido al subgrupo de mutantes IDH1. Curiosamente, los ensayos clínicos de fase I y II con inhibidores pan-HDAC no selectivos más nuevos (por ejemplo, vorinostat22,60, panobinostat44 y romidepsina61) han sido menos alentadores, sin eficacia demostrada y con efectos secundarios limitantes de la dosis. Es probable que la actividad de las histonas desacetilasas sea esencial para la función celular y la inhibición no selectiva de todas las histonas desacetilasas probablemente se asocie con una toxicidad no deseada. Para abordar esta limitación, este estudio identifica los miembros específicos de la familia HDAC que son esenciales para el crecimiento del glioma mutante IDH1 (es decir, HDAC1 y HDAC6). Si bien muchos de los genes diana y módulos genéticos de HDAC se superponían en gran medida, HDAC6 parecía apuntar a genes y módulos genéticos más exclusivos. La estructura única y los objetivos genéticos de la enzima HDAC6 se prestan a inhibidores específicos y se han desarrollado varios inhibidores específicos de HDAC6 como agentes anticancerígenos en ensayos clínicos (clinicaltrials.gov NCT03008018, NCT02935790, NCT01323751).

Este estudio tiene varias limitaciones y hallazgos inesperados que conviene mencionar. En primer lugar, BT-142 es una de las pocas líneas celulares mutantes IDH1 que se trasplanta a ratones inmunodeficientes. Sin embargo, la línea celular es hemicigota para la mutación IDH1 y, por tanto, produce niveles más bajos de 2-HG. Sin embargo, su patrón de expresión génica todavía se agrupa con otras líneas mutantes IDH1. En segundo lugar, a pesar de numerosos intentos, parece que las líneas mutantes IDH1 utilizadas en este estudio son resistentes a las manipulaciones CRISPR, lo que dificulta los experimentos de rescate genético. Curiosamente, si bien la sobreexpresión de la enzima mutante IDH1 parecía disminuir el número de loci acetilados H3K27, hubo una gran variabilidad entre las muestras, lo que indica que esta hipoacetilación puede verse afectada por variables adicionales no identificadas. Respaldando esa posibilidad, no vimos una firma consistente de acetilación de histonas entre un panel de muestras quirúrgicas de epilepsia y de tipo salvaje IDH1, mutante IDH1. Por el contrario, la señal de metilación del ADN es mucho más fuerte y las muestras quirúrgicas parecen tener una firma de metilación del ADN más consistente43. Otros estudios han identificado actividad represora transcripcional con histonas desacetilasas; sin embargo, este estudio encontró que en un modelo de glioma mutante IDH1 (HK252), los genes HDAC activan un conjunto de módulos de genes de replicación de ADN y organización cromosómica. Curiosamente, los datos de expresión de los inhibidores de la histona desacetilasa revelaron un conjunto de genes regulados positivamente que no se observaron en las inhibiciones de HDAC. Una posible explicación para esta observación es que debido a que los compuestos inhibidores de HDAC inhiben múltiples proteínas HDAC, puede haber efectos combinatorios que no se observan en experimentos de eliminación de un solo gen. Consistente con esta posibilidad es la observación de que muchas de las enzimas HDAC son redundantes y, por lo tanto, pueden compensarse entre sí62. Otra posibilidad es que las enzimas HDAC tengan múltiples funciones biológicas además de la desacetilación de histonas (por ejemplo, modificación de proteínas). La eliminación de genes y la inhibición de enzimas probablemente afectarían estos mecanismos de manera diferente.

En conclusión, los inhibidores de la histona desacetilasa ofrecen una terapia prometedora para múltiples cánceres. Pruebas de detección de fármacos recientes han demostrado que los gliomas con mutaciones IDH1 pueden ser especialmente sensibles a estos compuestos. La clave del éxito será adaptar un tratamiento específico para frenar el crecimiento del tumor evitando al mismo tiempo las toxicidades que limitan la dosis.

Se llevó a cabo una prueba de detección de fármacos de 106 compuestos epigenéticos conocidos dirigidos a 35 genes y 19 mecanismos epigenéticos (por ejemplo, metilación del ADN, desmetilación del ADN, metilación de histonas, desmetilación de histonas, acetilación de histonas y desacetilación de histonas) contra dos mutantes IDH1 (252 y BT-142) y tres Líneas IDH1 de tipo salvaje (357, 385, 412) en cuatro concentraciones de fármaco (10 nM, 100 nM, 1 μM, 10 μM) durante 3 días. MTT estimó el número de células viables. La viabilidad promedio de IDH1mut se comparó con la viabilidad promedio de IDH1WT y se mostró como área bajo la curva (IDH1WT/IDH1mut). Luego, los medicamentos se clasificaron por compuesto.

Se sacrificaron madres preñadas cronometradas (C56Bl) en E12. Los embriones se extrajeron del útero y se diseccionaron las cortezas para liberarlas. Se crearon tres líneas distintas, cada una cortando tres cortezas por línea y colocándolas en medios de neuroesferas sin suero63 hasta que aparecieron las neuroesferas. Luego, estas tres líneas progenitoras neurales se infectaron con un lentivirus mutante IDH137 o un control pUltra. Los niveles de 2-HG para estas líneas, así como para otras líneas mutantes de IDH1, se confirmaron mediante LC-MS como se describió anteriormente37. Luego, estas líneas se mantuvieron en cultivo durante doce pases antes de procesarlas para RNA-seq, ATAC-seq, methyl-seq y Chip-seq (H3K27ac, H3K72me e IgG).

Los plásmidos lentivirales con secuencias de ARN en horquilla contra genes HDAC se obtuvieron de Sigma y se usaron para crear partículas lentivirales (HDAC1:CGGTTAGGTTGCTTCAATCTA/TATCCCGTAGGTCCCCAGT, HDAC2:CAGTCTCACCAATTTCAGAAA, HDAC3:CAAGAGCTCTTAATGCCTTCAA, HDAC4:GCCAAAGATGACTTCCCTCTT HDAC6:CGGTAATGGAACTCAGCACAT/ AACCGCAAGCTGCATCCTG, HDAC9: CAAACTGCTTTCGAAATCTAT). Se incubaron 200.000 células en 2 ml de medio libre de suero con 12 ul de partículas lentivirales. Después de 24 h, se eliminó el sobrenadante y se reemplazó con medio de neuroesfera. 48 h después, el medio se reemplazó con medio de neuroesfera nuevo suplementado con 0,5 ug/ml de puromicina. La eliminación se confirmó basándose en RNA-seq y Western blots (Figuras complementarias 3A, B). Las transferencias Western se recortaron para mayor claridad. Se muestran gráficos completos para demostrar la especificidad del anticuerpo (Fig. 3C, D complementaria). Con base en experimentos preliminares in vitro, se eligieron dosis de fármaco de LBH 15 nM y VPA 1 mM para lograr una viabilidad celular de ~ 60 %. Las células se sometieron a 3 días de tratamiento farmacológico a menos que se indique lo contrario. Las células se trataron con inhibidores de HDAC6, Ricolinostat 10 μm o ACY-738 10 μM durante 7 días. Todos los anticuerpos HDAC se obtuvieron de Cell Signaling Technologies (HDAC1 10E2, HDAC2, 3F3, HDAC3 7G6C5, HDAC4 D15C3, HDAC6 D2B10).

Todas las muestras humanas fueron proporcionadas por el Biorrepositorio de la Universidad de Cincinnati de forma anónima y el IRB local las designó como "No investigación en humanos". Todos los métodos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices y regulaciones pertinentes. Todos los datos están disponibles en: https://github.com/TroyCarnwath/garrett_lab.

Las bibliotecas ATAC-seq se crearon como se describió anteriormente64. Brevemente, se centrifugaron 50.000 células a 500 xg durante 5 minutos a 4 °C. Las células se resuspendieron en tampón de resuspensión ATAC que contenía 0,1% de NP40, 0,1% de tween-20 y 0,01% de digitonina y se incubaron en hielo durante 3 minutos. Las células se lavaron con tampón de resuspensión ATAC que contenía tween-20 al 0,1%. Los núcleos se sedimentaron a 500 xg a 4 °C durante 10 min. Los núcleos se resuspendieron en una mezcla de reacción de transposición que contenía tampón de reacción TD 2X (Illumina, n.° 20034197), transposasa TDE1 Nextera Tn5 (Illumina, n.° 20034197) y agua libre de nucleasas. La reacción se incubó a 37 °C en un baño de agua durante 30 min. Inmediatamente después de la transposición, el ADN se purificó con un kit de purificación por PCR Qiagen MinElute (Qiagen, n.º 28004). Después de la purificación, el ADN transpuesto se mezcló con NEBNext high-Fidelity 2× PCR Master Mix (NEB, #M0541S), cebadores con código de barras AD1_noMX y AD2.1–2.16 y agua libre de nucleasas. Las muestras se amplificaron durante 12 ciclos. Inmediatamente después de la amplificación, el ADN se purificó utilizando un kit de purificación por PCR Qiagen MinElute. Las lecturas de ATAC-seq en formato FASTQ se sometieron primero a un control de calidad para evaluar la necesidad de recortar secuencias de adaptadores o segmentos de mala calidad. Los programas utilizados en estos pasos fueron FastQC v0.11.7, Trim Galore! v0.4.2 y cutadapt v1.9.1. Las lecturas recortadas se alinearon con la versión del genoma humano de referencia GRCh38/hg38 con el programa HISAT2 v2.0.5. Las lecturas alineadas fueron eliminadas de las lecturas duplicadas con el programa sambamba v0.6.8. Los picos se llamaron usando el programa MACS v2.1.2 usando el modo de picos amplios. Para obtener el conjunto de consenso de picos únicos, los llamados picos de todas las muestras se fusionan con una superposición del 50 % utilizando BEDtools v2.27.0. Los picos de consenso, originalmente en formato BED, se convirtieron a un formato de transferencia genética (GTF) para permitir un recuento rápido de lecturas bajo los picos con el programa featureCounts v1.6.2. Cada característica del archivo GTF tiene el valor "pico" en la segunda columna. Los picos ubicados en los cromosomas X, Y y el ADN mitocondrial se excluyen de análisis posteriores. Los recuentos de lecturas sin procesar se normalizan con respecto al tamaño de la biblioteca y se transforman a escala log2 usando la función rlog() en el paquete R DESeq2 v1.26.0.

Se purificó ARN (> 200 nucleótidos) de las células utilizando el kit Quick-RNA MiniPrep Plus (Zymo Research, n.º R1057). La verificación de control de calidad de las lecturas de RNA-seq se realizó con FastQC v0.11.7. ¡Las secuencias de adaptadores y los segmentos de mala calidad se recortaron usando Trim Galore! v0.4.2 y cutadapt v1.9.1. Las lecturas recortadas se alinearon con la versión de referencia del genoma humano GRCh38/hg38 con el programa STAR v2.6.1e. Las lecturas alineadas duplicadas se eliminaron utilizando el programa sambamba v0.6.8. La expresión a nivel genético se evaluó contando las características de cada gen, como se define en la base de datos RefSeq del NCBI. El conteo de lecturas se realizó con el programa featureCounts v1.6.2 del paquete Rsubread. Los recuentos sin procesar se normalizaron con respecto al tamaño de la biblioteca y se transformaron a escala log2 usando la función rlog() en el paquete R DESeq2 v1.26.0.

CUT&RUN se llevó a cabo utilizando el kit de ensayo CUT&RUN (tecnología de señalización celular, n.º 86652). Brevemente, las células o los tejidos tumorales se disociaron en células individuales y se unieron a perlas magnéticas recubiertas de concanavalina A, se permeabilizaron con tampón digitonina y luego se incubaron con anticuerpo primario en un rotador durante la noche a 4 °C. Los anticuerpos utilizados fueron: H3K27ac (tecnología de señalización celular, n.° 8173), H3K27me3 (tecnología de señalización celular, n.° 9733), control IgG (tecnología de señalización celular, n.° 3900). La suspensión de perlas celulares se lavó dos veces con Digitonin Wash, se incubó con Proteína A/G-MNasa (pAG-MN) durante 1 hora a 4 °C y luego se lavó dos veces con Dig Wash. Luego, la suspensión se colocó en un bloque de 4C y MNase La digestión fue activada por CaCl2. Después de 30 minutos, la reacción se detuvo con tampón EGTA-STOP y los fragmentos se liberaron mediante incubación a 37 °C durante 10 minutos. El ADN se recuperó del sobrenadante después de una centrifugación de 5 minutos a 16 000 gy se purificó mediante extracción con fenol-cloroformo-alcohol isoamílico (Sigma, #145 p3803) y precipitación con etanol esencialmente como se describe65,66. El ADN resultante se construyó en una biblioteca utilizando el kit de preparación de biblioteca de ADN NEBNext Ultra (New England Biolabs, n.º E7645) siguiendo las instrucciones del fabricante. Las bibliotecas se secuenciaron en una ejecución de pares finales de 100 pares de bases en Next Seq 2000 (Illumina). Los datos sin procesar y procesados se proporcionan en la base de datos Gene Expression Omnibus (GEO, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/geo). La calidad de lectura se evaluó mediante FastQC v0.11.7. ¡Las secuencias de adaptadores y los segmentos de mala calidad se eliminaron usando Trim Galore! v0.4.2 y cutadapt v1.9.1. Las lecturas recortadas se alinearon con la versión de referencia del genoma humano hg38 usando Bowtie2 v2.3.4.1 con los parámetros "--dovetail --local --very-SENSITIVE-local -I 10 -X 700 -p 12 --no-unal - -no-discordante --no-mixto". Las lecturas alineadas en muestras de IgG se eliminaron de las lecturas duplicadas con el programa sambamba v0.6.8. Los picos se llamaron con MACS v2.1.4 usando los parámetros “-g hs -q 0.1” para muestras H3K27ac y “--broad -g hs -q 0.1” para muestras H3K27me3. Se utilizaron BEDtools v2.27.0 para obtener picos de consenso en dos pasos. En el primer paso, se obtuvieron picos comunes entre muestras del mismo grupo seleccionando picos que se detectan en al menos el 75% de las muestras del mismo grupo. Los picos comunes en cada grupo del primer paso se fusionaron con una superposición del 50 % para obtener picos de consenso únicos de todos los grupos. Los picos de consenso, originalmente en formato BED, se convirtieron a un formato de transferencia genética (GTF) y se usaron para la cuantificación de lectura bajo los picos con featureCounts v1.6.2 del paquete Rsubread. Los picos ubicados en los cromosomas X, Y y el ADN mitocondrial se excluyen de análisis posteriores. El análisis diferencial entre grupos de muestras se evaluó con el paquete R DESeq2 v1.26.0. Los gráficos se generaron utilizando el paquete ggplot2 y gráficos base en R.

Se colocaron ratones Nod-SICD-gamma nulo (NSG) de ocho semanas de edad bajo isoflurano. Se hizo una incisión en el cuero cabelludo y se inyectaron 10.000 células/3 µl de células BT-142 (shControl, shHDAC1, shHDAC6) en el cuerpo estriado. Se monitorizó a los ratones para detectar el desarrollo de síntomas tumorales. Todos los métodos se llevaron a cabo de acuerdo con un protocolo aprobado por la IACUC local de la Universidad de Cincinnati con directrices y regulaciones pertinentes. Todos los ratones supervivientes fueron sacrificados después de 21 semanas. Después del sacrificio, los ratones se sometieron a perfusión transcardíaca y los cerebros se extrajeron y se colocaron en formalina al 10% durante 3 a 7 días antes de pasarlos a una solución de sacarosa al 30%. Luego se seccionaron los cerebros y se tiñeron con hemotoxilina y eosina.

Los conjuntos de datos generados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles en el Directorio de datos de Garrett Lab (https://github.com/TroyCarnwath/garrett_lab). Todos los protocolos experimentales fueron aprobados por el comité IRB de la Universidad de Cincinnati. Este estudio utilizó muestras de pacientes no identificadas y fue designado "Investigación no humana" el 19-02-25-02 (3/5/2019). El consentimiento no es aplicable.

Todas las muestras humanas son proporcionadas por el Biorrepositorio de la Universidad de Cincinnati, que sirve para proporcionar muestras de pacientes no identificadas del tipo de tejido deseado con información clínica y demográfica. Este proyecto fue presentado al IRB de la Universidad de Cincinnati y fue designado “Investigación no humana” (2019-0155). Todos los métodos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices y regulaciones pertinentes.

Todos los protocolos que involucran xenotrasplantes en ratones, incluido el alojamiento y el manejo de los ratones, fueron revisados y aprobados por el IACUC local de la Universidad de Cincinnati (05-04-04-01 emitido el 1-11-2019 y 20-07-16-02 emitido el 28 de agosto). -2020). Todos los métodos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices y regulaciones pertinentes. Hemos revisado las pautas de ARRIVE, incluido el diseño del estudio, el tamaño de la muestra, los criterios de inclusión/exclusión, la aleatorización, el cegamiento, las medidas de resultados, los métodos estadísticos, los animales de experimentación, los procedimientos experimentales y los resultados, y son consistentes con estas pautas.

Los conjuntos de datos generados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles en el Directorio de datos de Garrett Lab (https://github.com/TroyCarnwath/garrett_lab).

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Descargar referencias

Agradecemos al Núcleo de Bioinformática de la Universidad de Cincinnati por su invaluable ayuda en el diseño experimental, el refinamiento de hipótesis y el análisis de datos. Agradecemos al Centro de Genómica, Epigenómica y Secuenciación de la Universidad de Cincinnati por su asistencia y orientación en el diseño experimental y la optimización de datos. Agradecemos al Dr. Qi y al Programa de modelado de tumores de la Universidad de Cincinnati.

El Dr. Garrett recibió el apoyo del Premio al Joven Investigador Clínico B*CURED y NREF 2021-2022. El Dr. Albano contó con el apoyo de una beca de formación T32 CA236764-04. Troy Carnwath recibió el apoyo de una beca de investigación médica de verano del NREF.

Estos autores contribuyeron igualmente: Matthew C. Garrett y Rebecca Albano.

Departamento de Neurocirugía, Facultad de Medicina de la Universidad de Cincinnati, Cincinnati, OH, 45267, EE. UU.

Matthew C. Garrett, Rebecca Albano y Sanjit Shah

Facultad de Medicina de la Universidad de Cincinnati, Cincinnati, OH, 45267, EE. UU.

Troy Carnwath y Merissa Pemberton

Departamento de Biología del Desarrollo y Células Moleculares, Universidad de California Los Ángeles, Los Ángeles, CA, 90095, EE. UU.

Virgen Dios y Harley Kornblum

Departamento de Biología del Cáncer, Universidad de Cincinnati, Cincinnati, OH, 45267, EE. UU.

Catherine A. Behrmann y David R. Plas

Departamento de Neurología, Facultad de Medicina de la Universidad de Cincinnati, Cincinnati, OH, 45267, EE. UU.

Daniel Woo

División de Hematología Experimental y Biología del Cáncer, Departamento de Pediatría, Centro Médico del Hospital Infantil de Cincinnati, Facultad de Medicina de la Universidad de Cincinnati, Cincinnati, OH, EE. UU.

Eric O'Brien, Brett VanCauwenbergh, John Perentesis, Chuntao Zhao y Q. Richard Lu

Departamento de Patología y Medicina de Laboratorio, Facultad de Medicina de la Universidad de Cincinnati, Cincinnati, OH, EE. UU.

Matthew Hagan y Ady Kendler

Servicios colaborativos de bioinformática, División de Informática Biomédica, Centro Médico del Hospital Infantil de Cincinnati, Cincinnati, OH, EE. UU.

Aditi Paranjpe y Krishna Roskin

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Correspondencia a Matthew C. Garrett.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Garrett, MC, Albano, R., Carnwath, T. et al. HDAC1 y HDAC6 son esenciales para impulsar el crecimiento en el glioma mutante IDH1. Representante científico 13, 12433 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-33889-3

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Recibido: 02 de junio de 2022

Aceptado: 20 de abril de 2023

Publicado: 01 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-33889-3

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